Pemeriksaan Feses Metode Stoll - Stoll Dilution Method

Stoll Dilution Method, yang dikembangkan oleh Stoll dan Hausheer pada tahun 1926, adalah teknik kuantitatif yang banyak digunakan untuk menentukan intensitas infeksi cacing melalui penghitungan telur yang tepat dalam spesimen feses. Metode ini telah digunakan secara luas dalam diagnostik klinis dan aplikasi penelitian selama hampir satu abad, memberikan estimasi yang dapat diandalkan tentang produksi telur parasit sebagai proksi untuk beban cacing.

Teknik ini sangat berharga untuk menilai intensitas infeksi soil-transmitted helminths, termasuk Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, dan hookworms (Necator americanus dan Ancylostoma duodenale). Berbeda dengan metode diagnostik kualitatif yang hanya menunjukkan keberadaan atau ketiadaan parasit, metode Stoll memberikan data kuantitatif yang penting untuk pengambilan keputusan klinis, pemantauan pengobatan, dan studi epidemiologi.

Popularitas metode ini yang bertahan lama berasal dari kesederhanaan, efektivitas biaya, dan hasil kuantitatif yang dapat diandalkan. Metode ini dapat diakses oleh laboratorium dengan berbagai tingkat sumber daya sambil mempertahankan ketelitian ilmiah yang diperlukan untuk diagnosis parasitologi yang akurat.

Tujuan

1. Quantitative Assessment: Untuk menentukan jumlah telur cacing per gram feses, memberikan estimasi intensitas infeksi
2. Clinical Decision Support: Untuk memberikan data kuantitatif dalam menentukan kebutuhan pengobatan dan memantau efikasi terapeutik
3. Epidemiological Surveillance: Untuk memungkinkan studi berbasis populasi tentang pola prevalensi dan intensitas parasit
4. Research Applications: Untuk mendukung investigasi ilmiah tentang hubungan host-parasite dan efektivitas intervensi
5. Standardized Diagnosis: Untuk memberikan pendekatan yang dapat direproduksi dan terstandar untuk membandingkan hasil di berbagai laboratorium dan studi

Prinsip

Stoll Dilution Method beroperasi berdasarkan prinsip fundamental menciptakan suspensi homogen dari material feses dalam volume larutan alkalin yang diketahui, diikuti oleh pemeriksaan mikroskopis dari aliquot yang terukur untuk menentukan kepadatan telur.

Dasar Matematis: Metode ini menggunakan rasio pengenceran 1:15 di mana 4 gram feses disuspensikan dalam volume total 60 mL. Ketika 0,15 mL suspensi ini diperiksa secara mikroskopis, faktor perkalian 100 mengubah jumlah telur yang diamati menjadi telur per gram material feses asli.

Prinsip Kimia: Penggunaan 0,1 N sodium hydroxide (NaOH) berfungsi untuk:

• Memecah materi feses untuk distribusi telur yang seragam
• Menjernihkan sampel untuk pemeriksaan mikroskopis yang lebih mudah
• Melestarikan telur parasit tanpa mempengaruhi karakteristik morfologi
• Mencegah pertumbuhan bakteri berlebih selama penyimpanan

Prinsip Sampling: Metode ini mengasumsikan bahwa pencampuran menyeluruh menciptakan suspensi homogen di mana setiap aliquot kecil mewakili seluruh sampel, memungkinkan ekstrapolasi akurat dari bagian yang diperiksa ke total sampel.

Faktor perkalian 100 berasal dari perhitungan matematis dasar metode Stoll:

4 gram feses diencerkan dalam total volume 60 mL
Volume yang diperiksa = 0,15 mL
Rasio pengenceran = 60 mL : 4 gram = 15 mL per gram feses
Volume yang mewakili 1 gram feses = 15 mL
Volume yang diperiksa (0,15 mL) mewakili = 0,15/15 = 0,01 gram feses
Untuk mendapatkan jumlah telur per gram: 1/0,01 = 100

Faktor Koreksi Konsistensi Feses dari publikasi asli Scott (1937) menyatakan: The estimate (eggs per gram) obtained will vary according to the consistency of the stool. The following correction factors should be used to convert the estimate to a formed-stool basis:

• Mushy formed: 1.5
• Mushy: 2
• Mushy diarrheic: 3

Maka bisa di simpulkan:

• Kandungan Air Berbeda: Feses dengan konsistensi berbeda memiliki kandungan air yang berbeda
• Konsentrasi Telur: Semakin cair feses, semakin encer konsentrasi telur per unit berat
• Standarisasi: Faktor koreksi menstandarkan hasil ke basis "formed stool" untuk perbandingan yang konsisten
• Validasi Empiris: Angka-angka ini diperoleh melalui pengamatan dan validasi empiris selama pengembangan metode

Alat dan Bahan

• Stoll displacement flasks: Labu berkalibrasi dengan tanda tergores pada 56 mL dan 60 mL
• Wadah alternatif: Labu apa pun yang mampu menampung larutan sodium hydroxide dan 4g feses dengan manik-manik kaca (jika Stoll flasks tidak tersedia)
• Calibrated pipettes: Kapasitas 0,15 mL untuk pengambilan sampel yang akurat
• Mikroskop: Mikroskop cahaya dengan mechanical stage dan objektif low power (perbesaran ×100)
• Objeck glass: Slide standar 75 × 25 mm
• Manik-manik kaca: Manik-manik kecil (diameter 3-5 mm) untuk memfasilitasi pencampuran
• Timbangan analitik: Untuk menimbang spesimen feses saat menggunakan wadah alternatif
• Timer: Untuk menstandarkan waktu pencampuran dan pengendapan
• Disinfektan: Untuk dekontaminasi peralatan
• Wadah limbah: Untuk pembuangan aman material terkontaminasi

Preparasi Reagen

Larutan 0,1 N Sodium Hydroxide:

1. Larutkan 4,0 g sodium hydroxide (NaOH) dalam air suling
2. Encerkan hingga 1 liter dengan air suling dalam labu volumetrik
3. Aduk hingga rata dan biarkan dingin hingga suhu ruang
4. Simpan dalam wadah tertutup rapat jauh dari cahaya
5. Beri label dengan tanggal preparasi dan konsentrasi
6. Larutan tetap stabil selama beberapa bulan jika disimpan dengan benar

Verifikasi konsentrasi menggunakan titrasi asam terstandar jika presisi kritis untuk aplikasi penelitian.

Prosedur

Pengumpulan dan Preparasi Sampel

1. Specimen Requirements: Kumpulkan spesimen feses segar (minimum 10g) dalam wadah bersih dan tidak bocor
2. Penyimpanan Sampel: Proses segera atau simpan dalam lemari es pada 4°C maksimal 24 jam
3. Pra-pemeriksaan: Periksa sampel untuk konsistensi dan catat karakteristik yang tidak biasa

Proses Pengenceran

1. Preparasi Labu: Tambahkan 0,1 N sodium hydroxide hingga tanda 56-mL dalam Stoll flask berkalibrasi
2. Penambahan Sampel: Tambahkan material feses segar menggunakan tongkat aplikator kayu hingga tingkat cairan naik tepat ke tanda 60-mL (setara dengan 4g feses)
3. Peningkatan Pencampuran: Tambahkan 3-5 manik-manik kaca kecil untuk memfasilitasi pencampuran seragam
4. Pencampuran Awal: Tutup labu dan kocok dengan keras selama 2-3 menit
5. Perlakuan Feses Keras: Jika spesimen keras/padat, simpan dalam lemari es semalaman, kemudian kocok kembali sebelum pemeriksaan

Pemeriksaan Mikroskopis

1. Pencampuran Akhir: Kocok labu dengan keras segera sebelum pengambilan sampel
2. Pengambilan Sampel: Menggunakan pipet berkalibrasi, dengan cepat ambil tepat 0,15 mL dari tengah suspensi
3. Preparasi Slide: Transfer sampel ke tengah slide mikroskop
4. Pemasangan: Jangan gunakan coverslip; sebarkan sampel merata di permukaan slide
5. Penghitungan Sistematis:
   • Tempatkan slide pada mechanical stage
   • Gunakan objektif low power (×100)
   • Hitung SEMUA telur dalam seluruh preparasi secara sistematis
   • Catat jumlah dan jenis telur yang diamati

Quality Control

• Duplicate Counts: Lakukan pemeriksaan duplikat pada 10% sampel
• Blind Recounts: Minta teknisi kedua menghitung ulang sampel positif yang dipilih
• Negative Controls: Sertakan sampel negatif yang diketahui dalam setiap batch
• Positive Controls: Gunakan sampel dengan jumlah telur yang diketahui jika tersedia

Interpretasi Hasil

Perhitungan Dasar $$\text{Telur per gram feses} = \text{Jumlah telur yang diamati} \times 100$$ Faktor Koreksi untuk Konsistensi Feses

Perhitungan dasar berlaku untuk feses yang terbentuk. Terapkan faktor koreksi berdasarkan konsistensi feses:

• Feses terbentuk: Tidak ada koreksi (kalikan dengan 1,0)
• Setengah terbentuk: Kalikan dengan 1,5
• Lembek: Kalikan dengan 2,0
• Cair diare: Kalikan dengan 3,0

Contoh: $$\text{Jika menghitung 50 telur dalam sampel feses lembek:} \quad 50 \times 100 \times 2 = 10,000 \ \text{telur/gram}$$ $$\text{Jika menghitung 50 telur dalam sampel feses terbentuk:} \quad 50 \times 100 \times 1 = 5,000 \ \text{telur/gram}$$

Nilai normal

Spesies Parasit	Infeksi Ringan	Infeksi Sedang	Infeksi Berat	Catatan Klinis
Trichuris trichiura	<1.000 telur/g	1.000-9.999 telur/g	≥10.000 telur/g	~30.000 telur/g menunjukkan beberapa ratus cacing dengan gejala potensial
Spesies Hookworm	<2.000 telur/g	2.000-3.999 telur/g	≥4.000 telur/g	2.500-5.000 telur/g biasanya menunjukkan infeksi yang signifikan secara klinis
Ascaris lumbricoides	<5.000 telur/g	5.000-49.999 telur/g	≥50.000 telur/g	Bahkan satu cacing berpotensi berbahaya karena perilaku migrasi

Pelaporan Hasil

• Laporkan sebagai "telur per gram feses" dengan jumlah spesifik
• Sertakan konsistensi feses dan faktor koreksi yang digunakan
• Catat temuan yang tidak biasa atau kesulitan teknis
• Spesifikasi identifikasi spesies ketika morfologi berbeda

Keuntungan dan Kerugian

Keuntungan

1. Hasil Kuantitatif: Memberikan data numerik yang tepat untuk penilaian intensitas infeksi
2. Efektif Biaya: Memerlukan peralatan minimal dan reagen yang murah
3. Pemrosesan Cepat: Hasil tersedia dalam 1-2 jam setelah pengumpulan sampel
4. Protokol Terstandar: Metodologi yang mapan dengan reproduktibilitas yang konsisten
5. Aplikabilitas Luas: Cocok untuk berbagai spesies cacing
6. Persyaratan Pelatihan: Teknik yang relatif sederhana memerlukan keterampilan mikroskopi dasar
7. Aksesibilitas Peralatan: Menggunakan peralatan laboratorium standar yang tersedia di sebagian besar tempat

Kerugian

1. Keterbatasan Sensitivitas: Mungkin melewatkan infeksi ringan dengan keluaran telur rendah
2. Presisi Teknis: Memerlukan perhatian cermat pada pengukuran dan prosedur pencampuran
3. Ketergantungan Spesimen: Akurasi bervariasi dengan konsistensi feses; feses cair tidak dapat diandalkan
4. Variasi Harian: Pola ekskresi telur dapat bervariasi secara signifikan dari hari ke hari
5. Keterbatasan Spesies: Tidak dapat membedakan antara spesies yang terkait erat (misalnya, spesies hookworm)
6. Telur Hidup vs Mati: Tidak membedakan antara telur hidup dan tidak hidup
7. Variasi Pengamat: Hasil dapat bervariasi antara teknisi yang berbeda
8. Keterbatasan Penyimpanan: Hasil terbaik memerlukan spesimen segar

Catatan

Ketika menggunakan Stoll Dilution Method, sampel segar memberikan hasil terbaik dan harus diproses dalam beberapa jam. Anda dapat menyimpan sampel di lemari es pada 4°C hingga 24 jam, tetapi penyimpanan yang lebih lama dapat mengubah telur. Mencampur sampel dengan baik adalah kunci untuk hasil yang akurat, karena pencampuran yang buruk adalah kesalahan umum. Kocok sampel dengan baik sebelum mengambil bagian dengan pipet, dan ambil dari tengah, bukan dari atas atau bawah, untuk campuran yang baik. Gunakan mikroskop dengan mechanical stage untuk memeriksa sampel secara menyeluruh. Biarkan sampel yang didinginkan menghangat ke suhu ruang sebelum pencampuran dan pemeriksaan.

Masalah umum, jika sampel bergumpal, campurkan lebih lama atau tambahkan lebih banyak sodium hydroxide. Untuk parasit yang halus, campurkan dengan lembut untuk menghindari kerusakan telur tetapi tetap campurkan dengan baik. Jika hasil bervariasi, periksa pipet dan metode pencampuran. Jumlah telur yang rendah mungkin berarti sampel sudah tua, tidak tercampur dengan baik, atau diencerkan dengan salah.

Metode perlu dimodifikasi untuk tujuan penelitian atau klinis tertentu. Penelitian mungkin memerlukan penghitungan ganda atau tiga kali untuk akurasi yang lebih baik. Metode yang konsisten penting untuk melacak pengobatan, dengan teknisi yang sama melakukan penghitungan sebelum dan sesudah pengobatan. Dalam studi, penting untuk mengumpulkan dan memproses sampel pada waktu yang sama untuk perbandingan. Metode ini dapat beradaptasi dengan perubahan ini sambil tetap akurat.

Referensi

1. Stoll, N.R. & Hausheer, W.C. (1926). Concerning two options in dilution egg counting: Small drop and displacement. American Journal of Hygiene, 6, 134-145.
2. Scott, J.A. (1937). Dilution egg counting in comparison with other methods for determining the incidence of Schistosoma mansoni. American Journal of Epidemiology, 25(3), 546-565.
3. Sastry, A, S., K, S, B. (2016). Essentials of Medical Microbiology . New Delhi: Jaypee Brothers Medical Publishers (P) Ltd.
4. World Health Organization. (1994). Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites. Geneva: World Health Organization.
5. Ngwese, M.M., Manouana, G.P., Moure, P.A.N., Ramharter, M., Esen, M., & Adégnika, A.A. (2020). Diagnostic techniques of soil-transmitted helminths: Impact on control measures. Tropical Medicine and Infectious Disease, 5(2), 93.
6. Garcia, L.S. & Bruckner, D.A. (2001). Diagnostic medical parasitology, 4th edition. Washington, DC: ASM Press.
7. Beaver, P.C. (1950). The standardization of fecal smears for estimating egg production and worm burden. Journal of Parasitology, 36, 451-456.
8. Levecke, B., Behnke, J.M., Ajjampur, S.S.R., Albonico, M., Ame, S.M., Charlier, J., ... & Vercruysse, J. (2011). A comparison of the sensitivity and fecal egg counts of the McMaster egg counting and Kato-Katz thick smear methods for soil-transmitted helminths. PLoS Neglected Tropical Diseases, 5(6), e1201.